Nous décrivons ici une méthode simple, fiable, sensible et répétable, peu chère et ne nécessitant pas de photomètre : la méthode de coloration à l'amidoschwartz.

Principe :
On dépose sur un papier buvard une petite quantité de liquide. A près séchage, les protéines présentes sont colorées par une solution d'amidoschwartz. Les buvards sont ensuite décolorés par une solution de méthanol acétique. La coloration est comparée à une gamme d'étalonnage sur papier.

Matériel :
Des feuilles de papier buvard de 5 cm X 20 cm. Leur grain doit être fin et ils doivent être suffisamment épais. 5 bacs à coloration, 5 flacons bruns de 250 ml, une pince en plastique, réactifs.

Prélèvement :
Réaliser un prélèvement d'urine ou une ponction lombaire. Dans un cas comme dans l'autre, seuls 20 m l seront nécessaires. On peut aussi réaliser un prélèvement d'urine de 24 heures, permettant d'exprimer la protéinurie en mg / jour.

Technique:
Déposer 20 µl de spécimen (urine ou LCR) à la pipette automatique sur le buvard. On peut faire 5 taches sur un buvard de 20 cm de long. Le découper si on ne dose qu'un seul patient.
Identifier le prélèvement au crayon de papier sur le buvard.
Laisser sécher le buvard au soleil pendant 30 minutes.
Placer le buvard dans un bac à coloration, le couvrir avec le réactif de coloration. Laisser agir 5 minutes en agitant le bac de temps en temps. Remettre le colorant dans son flacon.
Sortir le buvard avec la pince, bien l'égoutter puis le tremper dans un premier bain de décoloration pendant 5 minutes en agitant de temps en temps.
Sortir le buvard avec la pince, bien l'égoutter puis le tremper dans un deuxième bain de décoloration pendant 5 minutes en agitant de temps en temps. On décolore dans 4 bains en tout.
Le buvard est alors complètement décoloré à l'exception des taches de protéines plus ou moins bleues suivant la concentration.
Sécher le buvard au soleil.
Comparer la coloration obtenue à la gamme de référence.
Note : les bains de décoloration peuvent servir plusieurs fois, on les replacera dans des flacons bruns en jetant de temps en temps le premier bain que l'on remplacera par le deuxième et ainsi de suite.

Réalisation de la gamme de comparaison (stable un an):
On partira d'un flacon d'albumine à 20 % (facile à trouver car utilisée en clinique).
On réalisera une dilution au 1 / 50 de cette albumine en mélangeant 200 µl d'albumine à 9.8 ml de sérum physiologique (NaCl à 0.9%) On obtient donc une solution à 4 g/l.
Une partie de cette solution à 4 g/l est diluée au 1 / 4 pour obtenir une dilution totale au 1/ 200 : 1 ml de solution à 4 g/l dans 3 ml de sérum physiologique.
On possède donc une solution à 4 g/l et une solution à 1 g/l.
Préparer 25 tubes à hémolyse. Les numéroter de 1 à 25. Préparer les dilutions comme indiqué ci-dessous. Les volumes sont indiqués en microlitres. Utiliser une pipette automatique de 200 µl précise.
On peut garder le même cône sur la pipette en commençant d'abord par distribuer dans tous les tubes le NaCl puis la solution à 1 g/l et enfin celle à 4 g/l.
 

N°	Concentration finale g/l	Buvard N°	Solution à 1 g/l	Solution à 4 g/l	NaCl 0.9%
1	0	1	0		200
2	0.02	1	4		196
3	0.04	1	8		192
4	0.06	1	12		188
5	0.08	1	16		184
6	0.1	2	20		180
7	0.2	2	50		200
8	0.3	2	60		140
9	0.4	2	100		150
10	0.5	2	100		100
11	0.6	3	150		100
12	0.7	3	140		60
13	0.8	3	200		50
14	0.9	3	180		20
15	1	3	200		0
16	1.1	4		55	145
17	1.2	4		60	140
18	1.3	4		65	135
19	1.4	4		70	130
20	1.5	4		75	125
21	1.8	5		90	110
22	2	5		100	100
23	2.5	5		125	75
24	3	5		150	50
25	4	5		200	0

Bien mélanger chaque tube.
Préparer 5 buvards 5 X 20 cm puis déposer 20 µl de chaque dilution à raison de 5 taches par buvard.
Noter les concentrations sous chaque tache au crayon de papier.
Traiter les buvards comme l'échantillon. Bien décolorer et sécher. Agrafer les 5 bandes sur une feuille A4 standard, noter la date puis la glisser dans une pochette en plastique transparent. Scotcher l'ouverture pour la rendre hermétique après avoir chassé l'air résiduel. La gamme de comparaison est stable un an si elle est conservée dans sa feuille plastique scotchée et à l'abri de la lumière.

Valeurs normales :
protéinurie : < 0.5 mg/l ou < 0.1 g/24h
protéinorachie : entre 0.2 et 0.4 g/l.

Réactifs :
Utiliser gants et masque.
Réactif de coloration : mélanger dans un flacon brun de 250 ml :
2.5 grammes d'amidoschwartz 10 B
225 ml de méthanol pur
25 ml d'acide acétique pur
Bien agiter le mélange puis le filtrer.
Réactif de décoloration :mélanger dans un flacon brun de 250 ml :
175 ml de méthanol pur
60 ml d'eau distillée
15 ml d'acide acétique pur.

Fiche technique :

PROTEINES URINE / LCR	Dosage	Cond	Prix	Revend.	Référence	Temps de manipulation	2	mn
						Temps d'incubation	60	mn
Amidoschwartz 10B	solide	25g	106 F	Sigma	N3005	Frais d'eau distillée	0.02 F
Méthanol	99%	5 litres	251 F	Fisher	A4320921	Frais de chauffage	- F
Buvards	papier	1Kg	200 F			Consommables + étalon	0.10 F
Acide acétique	99%	1 litre	109 F	Fisher	A4701901	Total frais annexes	0.12 F
		TOTAL	666 F			Amortissement photomètre	- F
		pour	10 000	tests		Coût en réactif par test	0.07 F
		soit	10 000	patients		Forfait technicien	0.50 F
Coût au test par patient	0.07 F					Total général	0.69 F
Poids du kit	7.1 Kg